La parte experimental de la investigación se realizó en el laboratorio de investigación del CITEagroindustrial, Ica del Instituto Tecnológico de la Producción en el departamento y provincia de Ica, distrito de Salas Guadalupe en las coordenadas S 13°59'50,99892”, W 75°46'10,52256" a 426 msnm. Las plantas colectadas se colocaron sobre mesas con papel Kraft y seleccionando aquellas que no tengan contaminación con otras plantas, residuos de papel, cartón, etc. Las plantas se dejaron secar a temperatura ambiente durante 10 días (Burbano-David et al., 2021). Pasado este tiempo se cortaron con tijeras de podar en fragmentos de 0,5 a 1 cm aproximadamente y se llevaron a macerar con etanol de 96° a una proporción de 10:1 a temperatura ambiente durante 7 días (Lira-De et al., 2014).
Luego, se realizó la extracción en baño de ultrasonido (marca ROHS, modelo: T-080 ST, China) (Yerena-Prieto et al., 2022) (Tullker-Jeerimfn T-080ST) utilizando 2 ciclos de sonicación en velocidad media a 50 ºC durante 30 minutos, se filtró y se llevó para su concentración en rotavapor (marca BUCHI, modelo: R300, India) a 55 rpm, baño de calentamiento de 50 ºC y vacío de 90 mbar. Se concentraron desde 2 litros de extractos en etanol hasta 150 ml de volumen final (Lira-De et al., 2014). El volumen final se llevó a evaporar en campana de extracción (marca C4, modelo: CEX120, Colombia) hasta obtener un extracto libre de etanol.
Los extractos se rasparon de los platos de parcela, se pesaron y conservaron a 4 ºC en placas de vidro cubiertas con papel de aluminio para evitar el contacto con la luz y la humedad hasta su uso en los ensayos (Lira-De et al., 2014).
Para la parte experimental, los extractos secos se disolvieron en etanol de 96° (Alkofarma), se ajustaron para obtener una concentración final de 10 mg mL⁻¹ (1%) y se incorporaron al medio de cultivo PDA (Composición en g/L: extracto de papa 4; dextrosa 20; agar bacteriológico 20; marca Himedia).
Se consideró que el etanol no supere el 2% a 2,5% del total para así evitar algún efecto de este sobre los hongos fitopatógenos.
2.2. Actividad antifúngica de extractos vegetales
Previo a la ejecución de la investigación se contaba con tres fitopatógenos, los cuales fueron identificados morfológicamente con la ayuda de claves taxonómicas (Subin et al., 2024; Alkilayh et al., 2024; Vigneshwaran et al., 2025).
2.2.1. Inhibición de crecimiento micelial y radial de B. cinerea, L. theobromae y Fusarium sp.
2.2.1.1 Inhibición de crecimiento micelial
Consiste en la determinación cualitativa de la inhibición del crecimiento del micelio mediante la técnica del medio enmendado o envenenado (Arce-Araya et al., 2019). Este método se realizó en placas multipozos de 12 pozos de 2,5 cm de diámetro cada uno, en cada pocillo se colocó 1 mL de medio de cultivo agar papa dextrosa (PDA), al cual ya contenía uno de los extractos vegetales en una dilución del 1% (Arce-Araya et al., 2019); como también un control negativo que contenía PDA más el diluyente del extracto; control positivo 1, extracto vegetal de uso comercial en dosis de acuerdo a las indicaciones del fabricante; control positivo 2, producto químico Benlate; y dos extractos vegetales de plantas referenciadas con efecto antifúngico. Para cada tratamiento se realizaron tres repeticiones con una dilución de 10 mg mL-1, una vez obtenidas todas las diluciones y tratamiento con los medios enmendados, se procedió a añadir 50 μL de una suspensión de esporas de 2 x 106 conidias mL-1 aproximadamente de un cultivo de 10 a 15 días de antigüedad (Arce-Araya et al., 2019). Las evaluaciones se realizaron durante 5 días para determinar la presencia o ausencia de crecimiento del hongo evaluado (Arce-Araya et al., 2019).
2.2.1.2 Inhibición de crecimiento radial
Los extractos vegetales identificados en el método anterior y solo aquellos que tuvieron gran efecto inhibitorio en el crecimiento de los hongos fitopatógenos, fueron elegidos para la inhibición del crecimiento radial. Los extractos fueron evaluados mediante el método de medio envenenado en placas Petri de vidrio (Burbano-David et al., 2021). Se realizaron ensayos por triplicado de cada uno de los extractos seleccionados frente a 2 hongos fitopatógenos Botrytis sp y Fusarium sp., Los tratamientos fueron los siguientes: Control positivo 1, químico; control positivo 2: extracto comercial de Larrea tridentata; control referencial; extracto de anís y clavo de olor; y finalmente un control negativo con el diluyente del extracto. Se inició con el preparado del medio de cultivo PDA al cual previamente se había añadido el extracto en concentración de 10 mg mL-1; al añadir el extracto se tuvo en cuenta la temperatura del medio de cultivo 50 ºC para evitar la posible degradación del mismo por las altas temperaturas. Posteriormente se plaqueó 20 mL del PDA-extracto y se dejó gelificar durante 20 minutos, todo ello en cabina de flujo laminar (marca BIOBASE, modelo: BBS-H1100, China) (Ramírez-Benítez et al., 2019). Se tomó un disco de 5 a 6 mm de diámetro de la zona activa de crecimiento de un cultivo de hongo fitopatógeno de 10 días de crecimiento y se colocó en el centro del medio de cultivo PDA-extracto. Una vez realizada la inoculación, se selló las placas Petri con Parafilm y de llevó a incubación a temperatura ambiente durante 10 días o hasta que el control negativo llega al crecimiento máximo en la placa (Burbano-David et al., 2021). Finalmente se realizó registro fotográfico (Canon EOS R50, Japón) y evaluación diaria del crecimiento del hongo. El porcentaje de inhibición de crecimiento radial se calculó mediante la siguiente fórmula (Ramírez-Benítez et al., 2019; Plascencia-Jatomea et al., 2003).
% de Inhibición radial | = | ( | DC – DT | ) | x 100 |
DC |
Donde DC: diámetro del control; DT: diámetro del tratamiento y DC: diámetro del control.
2.2.2. Área de control de crecimiento de B. cinerea en fruto de tomate
Las pruebas de patogenicidad se realizaron en frutos maduros de tomate de la variedad Rio Grande, se revisó que no tengan lesiones aparentes o golpes de los que puedan iniciar una infección. Los tratamientos fueron los siguientes: extracto vegetal en concentración de 20 mg mL-1; control positivo: producto químico en concentración recomendada de acuerdo al fabricante; control positivo: extracto comercial de Larrea tridentata; extractos de referencia de P. anisum y S. aromaticum y control Negativo: agua destilada estéril. Para la inoculación se consideró como unidad experimental un tomate, y se tuvieron seis tomates por cada tratamiento, siendo un total de 60 tomates. Todos los tomates se pasaron por un lavado de agua destilada estéril para quitar residuos generales, siempre evitando hacer heridas, golpes o sobre manipulación. Posterior al lavado se dejaron secar en papel Kraft estéril durante 2 horas para luego ser inoculados. Con ayuda de un estilete se procedió a realizar una incisión de 5 mm de profundidad y longitud (en cruz) y se procedió a inocular 50 uL de una concentración de esporas a 1 x 106 conidias mL-1 del hongo fitopatógeno Botrytis cinerea. de un cultivo de 10 días de crecimiento. Pasado un tiempo se procedió a poner en la misma herida 50 uL de los extractos a evaluar a concentraciones del 2%. Los tomates inoculados se pusieron en tapers de 1 kilo con perforaciones en la tapa y un algodón embebido en agua destilada estéril para generar las condiciones de humedad. Se dejó incubar durante 13 días a temperatura ambiente y realizando mediciones de manera inter diaria o hasta que el total del fruto del control negativo se encuentre infestado (modificado) (Areco et al., 2024). Con la finalidad de medir la severidad de la infestación de Botrytis cinerea en frutos de tomate, se procedió a medir el área total de la superficie del tomate con la siguiente fórmula:
y descontar el área infestada por Botrytis (a x b x π). Con ayuda de un vernier se tomó los valores de las medidas de alto y ancho de todos los tomates y se representó altura/2 como “a” y ancho/2 como “b”. Posterior a ello se determinó el porcentaje del área dañada:
%Infestación | Superficie de infestación | x | 100 |
Superficie del tomate |
2.2.3. Efectividad de extractos para el control de E. necator en campo
Se aplicó los extractos vegetales en una variedad de vid susceptible a E. necator (oídio). Previo a la aplicación, se identificaron hojas con presencia del hongo fitopatógeno y se procedió a identificarlas con una cinta de plástico de colores que contenía el nombre de cada tratamiento y la repetición para ser evaluados los siguientes días. Antes de la aplicación de los extractos, se procedió a realizar la evaluación de la severidad del oídio en las hojas según la escala reportada por el Instituto de Investigación y Desarrollo de Australia del sur en el 2002, en donde la escala va de un 0 al 10 y representados por porcentajes. Finalmente se registró todas las hojas marcadas y la escala de severidad que tenía cada una para seguir con la aplicación de los extractos vegetales. Se contó con nueve tratamientos, los cuales consistieron en: M17, M25, M27, M30, M32, M60, M61, producto químico específico para oídium y control negativo. Los extractos vegetales ya diluidos en etanol se dispusieron en atomizadores manuales, previamente haciendo la dilución con agua destilada para llevarlos al 1%. Una vez que se tuvieron todos los extractos se llevaron a campo para la aplicación, en donde se tomaron las hojas de la vid que habían sido previamente identificadas y evaluadas y se aplicó el extracto hasta mojar completamente la cara del envés de la hoja (Cohen et al., 2006). Las evaluaciones de las hojas aplicadas se realizaron al segundo día y se aplicó la misma metodología para evaluar la severidad en cada hoja. Las evaluaciones se realizaron a partir del segundo hasta el día cinco.
2.3. Actividad fitotóxica
La evaluación de fitotoxicidad se realizó en semillas de Tritricum aestivum “trigo”. Para estos ensayos se siguió un diseño completamente al azar, en donde se evaluaron los extractos M17, M25, M27, M30, M32; dos extractos referenciales (M60 y M61); control positivo 1, producto químico Benlate; control positivo 2, extracto comercial de Larrea tridentata; control negativo, agua destilada. Los extractos se evaluaron en una sola concentración (2%), ya que esta concentración fue la utilizada en la determinación de los efectos antifúngicos de tomates. Los 10 tratamiento se realizaron por triplicado y cada unidad experimental consistió en un total de 10 semillas, estas fueron dispuestas en tapers de un litro de 12 x 12,5 cm, en su parte interna se puso un disco de papel absorbente del tamaño de la base del táper, para finalmente agregar 5 mL del extracto al 2%. Para determinar el porcentaje de germinación, se evaluaron los tratamientos cada 48 horas, en donde se contabilizó la cantidad de semillas germinadas y la cantidad de semillas sanas durante 7 días (Rastgou et al., 2022).
2.4. Screening fitoquímico
Se utilizó la metodología de screening o tamizaje fitoquímico, siguiendo el enfoque descrito por Hammoudi et al. (2023), que consistió en realizar reacciones de coloración y precipitación con el fin de identificar y detectar la presencia de metabolitos secundarios. Se separó una porción correspondiente a la fracción "A", y el residuo restante fue tratado con una solución diluida de HCl al 1% (Marca: CDH; pureza 0,1N). Después de filtrar la mezcla, se obtuvieron dos partes: la parte insoluble, que fue lavada con agua destilada y luego tratada con 5 mL de diclorometano (CH2Cl2; Marca: CDH; pureza 99,9%, India), filtrándose y secándose para obtener la fracción "B". La solución ácida resultante, que contenía la parte soluble, fue neutralizada con hidróxido de amonio (marca: Avantor JT Baker; Q.P) y luego se vertió en una pera de bromo, extrayéndola con diclorometano para obtener la fase diclorometánica (fracción "C") y la fase acuosa, que se saturó con sulfato de sodio anhidro (marca: Avantor JT Baker; Q.P). Esta fase acuosa fue extraída con una mezcla de diclorometano-etanol en una proporción 3:2, obteniendo dos fases: una diclorometánica-etanólica (fracción "D") y una fase acuosa residual (fracción "E"). Al finalizar el proceso, todas las fracciones fueron secadas para llevar a cabo las reacciones de identificación. Se realizó la reacción de Shinoda para determinar flavonoides, la reacción de Tricloruro férrico para determinar grupos fenólicos libre, la reacción de solución de gelatina para determinar taninos, la reacción de Liebermann Burchard para determinar esteroides y/o triterpenoides, reacción de Dragendorff, Mayer y Wagner para determinar alcaloides, reacción de Rosenhein para determinar Leucoantocianidinas, reacción de Borntrager para determinar antraquinonas, reacción de Kedde para determinar cardenólidos, reacción de fluorescencia a la luz UV (marca: Spectroline; UV larga 365), para determinar cumarinas, reacción de espuma para determinar saponinas y la reacción de Ninhidrina para determinar grupos aminos.
2.5. Análisis estadístico
Los resultados de las evaluaciones se analizaron por medio de un ANOVA, los tratamientos se compararon con la prueba Tukey (p ≤ 0,05) con el programa estadístico InfoStad v2020.
3. Resultados y discusión
3.
3.1. Actividad antifúngica de extractos vegetales
3.1.1. Inhibición de crecimiento micelial y radial de tres hongos fitopatógenos
De los 57 extractos vegetales, los que controlaron de manera alta o total a los hongos B. cinerea, L. theobromae y Fusarium sp. fueron el extracto de A. artemisiifolia (altamisa), C. sumatrensis (floribunda), D. ambrosioides (paico) M. mollis (muña), Salvia sp. (salvia) P. anisum (anís) y S. aromaticum (clavo de olor) (Tabla 2), los cuales presentan metabolitos secundarios que inhiben el control de hongos fito-patógenos (Tabla 4). Adicionalmente, se observa que los extractos de S. aromaticum y P. anisum ejercieron el 100% de control para B. cinerea y Fusarium sp. (Tabla 3).
En la Figura 2 se muestra la escala de inhibición elaborada para determinar el ICM (Inhibición del crecimiento micelial), siguiendo la metodología de envenenamiento y el tiempo de evaluación.
a. Syzygium aromaticum (nombre común en Perú “Clavo de olor”)
El clavo de olor (Syzygium aromaticum) es una planta perenne de la familia Myrtaceae, usada tradicionalmente para tratar diversas enfermedades. Además de su empleo como especia y conservante de alimentos, posee múltiples propiedades biológicas como actividad antibacteriana, antifúngica, nematicida, herbicida, insecticida, antioxidante, antiinflamatoria y anticancerígena. Diversos análisis fitoquímicos han identificado compuestos fitoquímicos como flavonoides, taninos, esteroides y triterpenos. En especial, el eugenol y su acetato destacan entre los principales componentes volátiles del extracto. También se han encontrado otros metabolitos bioactivos como kaempferol, ácido ferúlico y β-sitosterol, varios de los cuales presentan efectos farmacológicos prometedores y potencial terapéutico (Das et al., 2022). Estos resultados coinciden con El Baz et al. (2025), quienes encontraron que los aceites esenciales de canela y semillas de clavo de olor muestran actividad antimicrobiana y potencial sinérgico cuando se combinan con dos antibióticos y dos antifúngicos contra diversas cepas bacterianas y de levaduras. El aceite de clavo de olor tiene como principales constituyentes a eugenol (71,49%) y β-cariofileno (23,43%).
Respecto a su actividad antimicrobiana osciló entre 9,31 mm y 29,91 mm, con valores de concentraciones inhibitorias mínimas y concentraciones mínimas microbicidas de 0,313 mg/mL a 1,25 mg/mL. Muhammad et al. (2024) investigaron el potencial antifúngico del extracto de clavo con diferentes solventes donde las fracciones que incluían metanol, n -hexano, n -butanol y cloroformo inhibieron significativamente el crecimiento de Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici desde 93,8% a 100% cuando se utilizaron a 200 µg/mL. El análisis por GC/MS mostró que la fracción de cloroformo contenía eugenol, fenol, 2,2′-metilenbis[6-(1,1-di-metiletil)-4-metil], 2,4-di-terc-butilfenol, ácido n-hexadecanoico, fenol y 2-metoxi-4-(2-propenil)-acetato.
Otros estudios a base de extractos vegetales, como el realizado por Schenee et al. (2013), observaron que los extractos crudos metanólicos y etanólicos de los sarmientos de Vitis vinifera exhibieron una actividad antifúngica significativa contra los tres principales patógenos fúngicos que afectan a las vides, Plasmopara viticola, E. necator y B. cinerea. Se identificaron ampelopsina A, hopeafenol, trans -resveratrol, ampelopsina H, ε-viniferina y E -vitisina B, los cuales presentaron actividades antifúngicas contra P. viticola. La ε-viniferina también exhibió una baja actividad antifúngica contra B. cinerea.
Ninguno de los compuestos identificados inhibió la germinación de E. necator. Harm et al. (2011) usaron el extracto de Solidago canadensis (CanG) como inductor de resistencia contra Plasmopara viticola en vides en macetas cultivadas al aire libre, con un extracto de protección del 80%, induciendo un amplio espectro de metabolitos relacionados con la resistencia como el aumento de las proteínas relacionadas con la patogénesis (PR), incluidas la peroxidasa, la polifenol oxidasa, la β-1,3-glucanasa, la fenilalanina amonia-liasa, la estilbeno sintasa, la β-1,3-glucanasa, la proteína PR-1 y la cafeoil-coenzima A 3- O -metiltransferasa. También, Godard et al. (2009) usaron extracto de raíz de Rheum palmatum y extracto de corteza de Frangula alnus para proteger las hojas de vid ante la infección de Plasmopara viticola induciendo reacciones de defensa incluida la acumulación de fitoalexinas estilbénica, una actividad mejorada de la peroxidasa y una reacción de hipersensibilidad. Observaron la inhibición de la primera etapa del desarrollo hifal biotrófico de P. viticola por los dos extractos de plantas. Estos extractos contienen muchos compuestos fenólicos que pertenecen a la familia de las antraquinonas, como rhein, frangulina A, emodina, aloeemodina, crisofanol y fisciona. La emodina por sí sola es capaz de perjudicar el desarrollo de P. viticola y estimular las viniferinas y la acumulación de pterostilbeno. Rienth et al. (2019) utilizaron extractos vegetales para el control de P. viticola bajo un experimento en cámara climática, demostraron que el aceite esencial de Oregano vulgare durante las 24 horas posteriores a la infección reduce al fitopatógeno en un 95%. A través de datos transcriptómicos observaron que se activó el sistema inmunológico innato de la planta con genes involucrados en la síntesis y señalización de ácido salicílico, jasmónico y etileno, activando proteínas relacionadas con la patogénesis, así como la síntesis de fitoalexinas. Estos resultados dilucidan las interacciones entre los aceites esenciales-huésped-patógeno por primera vez e indican que la eficiencia antifúngica de los aceites esenciales se debe principalmente a la activación de vías de resistencia dentro de las plantas huésped. Taillis et al. (2022) utilizaron un extracto vegetal elaborado a partir de una mezcla de troncos y raíces de vid que contienen una gran cantidad de estilbenos complejos (fitoalexinas de la vid), especialmente ε- y r-viniferinas, confiriendo protección a las vides contra Plasmopara viticola al mostrar actividades antimicrobianas hacia la movilidad y esporulación de las zoosporas y al estimular las defensas de las plantas. El extracto formulado redujo el desarrollo de varios oomicetos que afectan a la vid, la patata, el tomate y el melón en condiciones semicontroladas. Vuerich et al. (2023) usaron el extracto de Capsicum chinense Jacq. para el control de los principales hongos y patógenos Oomycetes de la vid, incluidos Botrytis cinerea, Guignardia bidwellii y Plasmopara viticola. Sus principales compuestos extraídos fueron capsaicinoides y polifenoles (371,09 y 268,5 μg mg−1 peso seco, respectivamente). La capsaicina y la dihidrocapsaicina, los ácidos hidroxicinámico e hidroxibenzoico y los derivados de la quercetina fueron los más abundantes, mientras que los carotenoides representaron solo una fracción menor. La oleorresina fue eficiente para inhibir a los tres hongos patógenos y se determinaron los valores de ED50, evidenciando que G. bidwellii fue el más sensible (0,233 ± 0,034 mg mL−1).
3.2. Actividad fitotóxica
En la Tabla 7 se observa que el extracto de A. artemisiifolia tuvo efectos inhibidores significativos en el crecimiento de las semillas de Triticum aestivum (trigo), es decir, menor desarrollo de plúmula y radícula al utilizar extracto al 2% de concentración (p > 0,05). Se observó un 30% de efecto fitotóxico en la germinación de semillas en el día 2, un 57% de fitotoxicidad en el día 5, y un 70% de fitotoxicidad en el día 7, comparado con el control de crecimiento normal de 100% desde el día 2. A. artemisiifolia es una planta considerada como invasora, que daña la producción agrícola, los ecosistemas y su polen puede causar una serie de reacciones alérgicas y afectar directamente la salud humana. Tiene efectos alelopáticos debido principalmente a la producción de sesquiterpenos, que afectan significativamente el alargamiento de la raíz de las plantas, disminución de la viabilidad celular y estos compuestos se liberan principalmente al medio ambiente a través de la vía de secreción de la raíz (Liu et al., 2022). Estos efectos pueden estar relacionados con los metabolitos secundarios de A. artemisiifolia conocido por sus propiedades alelopáticas y fitotóxicas que han sido reportadas en varias investigaciones como el de Bonea et al. (2017) quienes investigaron el efecto alelopático de extractos acuosos obtenidos de la parte aérea (hojas y tallos) y de la parte subterránea (raíces) de A. artemisiifolia sobre la germinación y el crecimiento de Zea mays, obteniendo que el extracto aéreo al 10%, redujo significativamente la germinación de las semillas y tuvieron un efecto diferente sobre el crecimiento de las plántulas de maíz. Además, estos extractos redujeron el índice mitótico e indujeron alteraciones cromosómicas con fuerte efecto citotóxico y genotóxico sobre el maíz.
Sarić-Krsmanović et al. (2019) evaluaron el potencial efecto alelopático del aceite esencial de A. trífida sobre la germinación de semillas y el crecimiento de plántulas de lechuga, sandía, pepino y tomate. Identificaron un total de 69 compuestos, entre los principales se tienen a limoneno (20,7%), acetato de bornilo (15,0%), borneol (14,7%) y germacreno D (11,6%). El aumento de la concentración de aceite esencial conduce a una disminución en la germinación de las semillas, así como en la longitud de los brotes y de la raíz de lechuga, sandía, pepino y tomate. El aceite esencial de A. trifida exhibió efectos fitotóxicos más potentes en lechuga, sandía y tomate que en pepino con respecto a la germinación y el crecimiento temprano de las plántulas.
Han et al. (2021) determinaron que el aceite esencial de A. artemisiifolia tiene actividad fitotóxica contra monocotiledóneas y dicotiledóneas, disminuyendo el superóxido dismutasa, la peroxidasa y la viabilidad de las células de la raíz, además la pulverización foliar del aceite esencial provoca daños visibles en las hojas y reducción del contenido de clorofila. Este aceite es rico en sesquiterpenos (62,51%), siendo germacreno D (32,92%), β-pineno (15,14%), limoneno (9,90%) y cariofileno (4,49%). La evaluación citotóxica confirmó el efecto inhibidor mitótico del aceite esencial, aunque la intensidad varió bajo diferentes concentraciones.
Zeng et al. (2022) evaluaron el efecto fitotóxico del extracto etanólico A. artemisiifolia en semillas de trigo, determinando 20 compuestos de sesquiterpenos inhibían la germinación de las semillas. De igual manera, Vidotto et al. (2013) evaluaron el potencial alelopático en el tejido foliar y el exudado radicular sobre cultivos indicadores (alfalfa, cebada, maíz, lechuga, tomate y trigo), malezas (Echinochloa crusgalli, Solanum nigrum, Portulaca oleracea y Digitaria sanguinalis) y la propia ambrosía común en condiciones de laboratorio e invernadero. Observaron que el tomate fue el cultivo indicador más sensible, su crecimiento se redujo en más del 50%, tanto en experimentos de laboratorio como en invernadero. El crecimiento de raíces y brotes de lechuga también se inhibió, pero solo cuando se añadieron residuos de ambrosía común, y no exudados radiculares, al sustrato. Entre las malezas, E. crusgalli se vio afectada por la ambrosía común, mientras que D. sanguinalis sufrió una gran reducción de la germinación (90%) tras la incorporación de 3 g de residuos. Si la ambrosía común se presenta como maleza, se debe considerar un cultivo menos sensi-ble, antes que uno más susceptible a esta planta.
Quinty et al. (2023) evaluaron la composición química de A. artemisiifolia mediante UHPLC-MS, su capacidad antioxidante y sus propiedades antilipasas mediante electroforesis capilar. Detectaron en los extractos ácidos 5- O-cafeoilquínico y ácidos 3,5-dicafeoilquínicos. A 50 μg/mL la inhibición DPPH fueron 56,7 ± 3,4% y las partes de la raíz fueron marginalmente menos activas que las partes aéreas. Se registraron marcadores antioxidantes como agente antilipasa con inhibición enzimática de 49.6 ± 5.9% (100 ug/mL). Concluyeron que A. artemisiifolia podrían potencialmente utilizarse para mitigar varias patologías que surgen del estrés oxidativo, incluida la obesidad.
Chui-Hua et al. (2007) llevaron a cabo una serie de experimentos para evaluar la fitotoxicidad e identificar los aleloquímicos de A. trifida contra el trigo (Triticum aestivum). Los resultados mostraron que el crecimiento del trigo podría inhibirse significativamente en A. trifida o enmendados con residuos. Posteriormente se aislaron e identificaron dos sesquiterpenos de tipo carotano, 1α-angeloiloxi-carotol y 1α-(2-metilbutiroiloxi)-carotol, de los suelos tóxicos. Ambos compuestos tuvieron una alta actividad inhibitoria sobre el crecimiento del trigo. Sus umbrales de inhibición fueron de 11,5 μg/g de suelo para 1α-angeloiloxicarotol y de 16,3 μg/g de suelo para 1α-(2-metilbutiroiloxi)-carotol. Además, estos dos compuestos se detectaron en A. trifida y enmendados con residuos. Sus concentraciones oscilaron entre 13,7 y 43,2 μg/g de suelo. Como resultado, A. trífida pudo liberar cantidades suficientes de 1α-angeloiloxicarotol y 1α-(2-metilbuti-roiloxi)-carotol en el suelo para actuar como alelos químicos que inhiben el crecimiento del trigo.
3.3. Screening fitoquímico
Los resultados de la Tabla 8 concuerdan con Zhao et al. (2021), quienes reportaron eugenol en S. aromaticum, que tiene actividad fungicida (Sempere-Ferre et al., 2021) y como plaguicida (biocida) (Reg. UE No 546/2013). Ha sido investigado frente a diferentes especies de hongos, ya que son el grupo más importante de agentes fitopatógenos dada la cantidad y diversidad de enfermedades que causan (Godfray et al., 2016). Para P. anisum, el metabolito principal son los sesquiterpénicos, aislados de las partes aéreas de las plantas, lo que corrobora la observación de que las enzimas claves de la biosíntesis de sesquiterpenos se localizan en el retículo endoplasmático liso de las células secretoras de los tricomas glandulares capitados ubicados en la superficie de las hojas (Champagne & Boutry, 2016; Padilla-González et al., 2016). Por su lado, Salvia sp. muestra un alto contenido de fenoles como polifenoles, cumarinas, quinonas, diterpenoides, triterpenoides, iridoides, saponinas y en algunos casos alcaloides pirrolidínicos y piridínicos (Lemjallad et al., 2019). Es muy usado en la medicina tradicional y moderna y poseen propiedades antifúngicas, antiinflamatorias, antimicrobianas, antioxidantes, antibacterianas (Zinicovscaia et al., 2020), antialérgicas, astringentes, anticarcinogénicas (Sik et al., 2019), hepatoprotectoras, antivirales, antitumorales (Shanaida & Golembiovska, 2018), insecticidas y acaricidas (Lemjallad et al., 2019).
A. artemisiifolia resultó ser el metabolito principal de esta planta son los sesquiterpénicos, los cuales generalmente son aislados de las partes aéreas de las plantas (Champagne & Boutry, 2016; Padilla-González et al., 2016).
De acuerdo con Hoi et al. (2020), los aceites esenciales de C. canadensis y C. sumatrensis, son ricos en limoneno (41,5% y 25,5%, respectivamente) y mostraron notables actividades larvicidas frente a Aedes aegypti (24 h LC50 = 9,80 y 21,7 μg/mL, respectivamente) y Aedes albopictus (24 h LC50 = 18,0 y 19,1 μg/mL, respectivamente). Por lo tanto, estas dos especies pueden servir como fuentes de agentes de control larvicidas alternativos y ambientalmente benignos. Mabrouk et al. (2013) identificaron en el aceite esencial de Conyza sumatrensis 98 compuestos, que representan el 88,1% a 99,3% de la composición del aceite. El aceite esencial de raíz se distinguió por su alto contenido en acetilenos (éster de matricaria, 4; 74,3%), mientras que en cabezas y hojas de las flores están dominados por sesquiterpenos oxigenados (61,1% y 50,3%, respectivamente). El aceite de hoja exhibió una actividad antibacteriana in vitro significativa contra Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus y Proteus mirabilis y que los aceites de C. sumatrensis aislados de las partes aéreas presentaron una alta inhibición del crecimiento micelio de Candida albicans y los hongos Trichophyton rubrun, T. soudanense, Microsporum canis, Scopulariopsis brevicaulis, Aspergillus fumigatus, Cryptococcus neoformans. Además, los aceites esenciales de las diferentes partes de la planta inhibieron el crecimiento de brotes y raíces de las plántulas de Raphanus sativus (rábano). Jack & Okorosaye (2008) realizaron el análisis fitoquímico a C. sumatrensis revelando la presencia de algunas sustancias como taninos, flavonoides, saponinas, esteroides y glucósidos, lo cual es un indicador de la propiedad farmacológica, así como del valor nutritivo de las hojas de la planta. Las pruebas antimicrobianas mostraron que el extracto de hojas no es sensible a las bacterias Pseudomonas aureginosa, Staphylococcus aureus, Bacillus spp y Escherichia coli, pero inhibe el crecimiento del hongo Aspergilus niger en concentraciones de 20 mg/ml y 50 mg/ml respectivamente.
De acuerdo con Ribeiro et al. (2023), D. ambrosioides es una planta etnomedicinal prometedora y sus hojas son fuente de compuestos bioactivos como α-terpineno, α-terpinenil-acetato, beta-cimeno, p-cimeno, piperitona, acetato de carvilo, acetato de piperitol, trans-ascaridol, carvacrol, timol y limoneno. Además, la crisina, la patulina, la piperoylpiperidina y la escopoletina están presentes en esta especie. El inhibidor de la aromatasa, Agonista PPAR-y, activa la vía L-arginina/NO/cGMP/KATP, un inhibidor de la sintasa de ácidos grasos, aumento del glutatión peroxidasa y superóxido dismutasa. Figueroa-Merma et al. (2023) encontraron 20 polifenoles: ácido avainillado, un derivado del ácido p-cumaroil-hexósido, tres derivados de quercetina-ramnósido, un derivado de quercetina, dos derivados de acetil-furanósido-ramnósido de kaempferol y doce derivados de kaempferol-ramnósido. El contenido de compuestos fenólicos totales fue de 645,11 mg/100 g de peso seco (MS). Asimismo, en el análisis de terpenos, se encontraron α-terpineno, limoneno, p-cimeno, timol, γ-terpineno, carvacrol, isoascaridol y α-pineno en cantidades de 1489,65; 313.1; 104.8; 49.4; 45.1; 22.9; 8,19 y 4,32 mg/100 g DW, respectivamente. El análisis de los metabolitos lipofílicos reportó ácidos grasos en orden de importancia: linoleico = linolénico > palmítico > oleico (35,8% y 35,4%; 26,3% y 2,5%, respectivamente). Se encontraron tocoferoles α, β, γ y δ en cantidades de 28,78, 7,19, 7,96 y 3,27 μg−1 respectivamente. De todo esto, las hojas de paico de origen peruano presentan una fuente variada de compuestos bioactivos con potenciales aplicaciones para la industria farmacéutica y alimentaria. Rojas-Molina et al. (2024) reportaron la composición química del aceite esencial por GC-MS donde los compuestos mayoritarios fueron acetato de carvacrilo (44,01%), carvacrol (16,51%) y mentona (8,20%). Además, evaluaron la capacidad antioxidante del aceite esencia por las metodologías FRAP y ABTS, con CI50de 243,21 μmol Fe2+/g y 0,12 mg/mL, respectivamente. Demostraron actividad antimicrobiana contra Pseudomonas aeruginosa, Salmonella enterica, Escherichia coli y Staphylococcus aureus. Solís et al. (2015) identificaron 58 compuestos en el aceite esencial de M. spicata (Benth.) cultivados en Cuzco. Los monoterpenos oxigenados (87,4%) fueron la principal clase de volátiles; entre ellos, pulegona, isomentona y mentona fueron los compuestos principales.
4. Conclusiones
Se evaluó la actividad antagonista de 57 extractos vegetales, tipificadas como malezas, plantas de uso medicinal y para alimentación. En condiciones de laboratorio y para el control de Botrytis cinerea, Lasiodiplodia theobromae y Fusarium sp. los mejores extractos fueron de Ambrosia artemisiifolia, Conyza sumatrensis, Dysphania ambrosioides, Minthostachis mollis, Salvia sp., Pimpinella anisum y Syzygium aromaticum. Para el control de B. cinerea en frutos de tomate, el mejor extracto fue de P. anisum. En condiciones de campo y para el control de E. necator los mejores extractos fueron de P. anisum, C. sumatrensis y S. aromaticum. El extracto de A. artemisiifolia mostró efectos fitotóxicos en el crecimiento de semillas de trigo. En el screening fitoquímico se identificaron flavonoides, taninos, esteroides, triterpenoides, alcaloides, leucoantocianidinas, cumarinas y saponinas como los principales metabolitos en los extractos. Estos resultados ofrecen alternativas viables para el control de hongos fitopatógenos mediante el uso de extractos vegetales, contribuyendo a una agricultura más sostenible y menos dependiente de productos químicos y además que es una tecnología disponible y de fácil adopción por los agricultores. Los extractos fueron probados en dos dosis y por cada planta individual, quedando pendiente encontrar la dosis correcta y económica, además de combinar los extractos para potenciar sus efectos. Estudios futuros deben probar la actividad de control para insectos, ácaros, nematodos, bacterias y otros géneros de hongos.
Contribución de los autores
H. Cáceres Iparraguirre: conceptualización, metodología, adminis-tración de proyecto, investigación, análisis formal, validación, escritura - borrador. A. Bendezu Ramos: metodología, investiga-ción, análisis formal, escritura - borrador. H. Chávez Orellana: metodología, validación, revisión y edición. F. Surco-Laos: meto-dología, validación, revisión y edición. J. A. García: metodología, validación, revisión y edición.
Declaración de conflicto de intereses
Los autores declaran no tener ningún conflicto de interés que pudiera influir en el trabajo presentado en este artículo.
Agradecimientos
Esta investigación fue realizada gracias al financiamiento del proyecto del Centro de Extensión y Transferencia Tecnológica, fase 2, contrato 151 de Pro Innóvate Perú-2022. Se agradece al licenciado en matemática Luis Barboza Carape por el apoyo en las fórmulas matemáticas aplicadas en esta investigación.
ORCID
H. Cáceres Iparraguirre https://www.orcid.org/0000-0001-5040-8950
A. Bendezu Ramos https://www.orcid.org/0000-0003-3650-6620
H. Chávez Orellana https://www.orcid.org/0000-0002-8717-4307
F. Surco-Laos https://www.orcid.org/0000-0003-0805-5535
J. A. García https://www.orcid.org/0000-0001-9880-7344
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