Efecto de dos especies nativas de Trichoderma sobre huevos y juveniles de Meloidogyne sp. en condiciones de laboratorio

Olinda del Castillo Algarate, Carlos Collantes Arana, Guillermo Cox Trigoso, Juan Wilson Krugg

Resumen


Se determinó el efecto de dos especies nativas de Trichoderma sobre huevos y juveniles 2 (J2) de Meloidogyne sp. en condiciones de laboratorio. Para evaluar el efecto sobre J2 se realizaron seis tratamientos: T1: Lycopersicon esculentum sin Meloidogyne, T2: L. esculentum  con Meloidogyne, T3: L. esculentum con Meloidogyne y Oxamyl, T4: L. esculentum con Meloidogyne  y Pochonia chlamydosporia, T5: L. esculentum con Meloidogyne y Trichoderma sp1 nativa, T6: L. esculentum con Meloidogyne  y Trichoderma sp2 nativa, evaluándose el porcentaje de peso radicular de L. esculentum, la cantidad de nódulos radiculares producidos por Meloidogyne  y el porcentaje de J2 de Meloidogyne. Se sembró L. esculentum en 30 bolsas de almácigo las cuales contenían sustrato en una proporción (2:1), distribuidas en 5 bolsas por tratamiento. Luego se inoculó, a excepción del control negativo (T1), 15000 huevos de Meloidogyne sp. por bolsa a todos los tratamientos. Posteriormente, a los 5 días de siembra se inoculó una suspensión de 106 conidias/mL de  Trichoderma sp1(T5), Trichoderma sp2 (T6) y P. chlamydosporia (T4) respectivamente, realizándose posteriormente  5 inoculaciones más de cada hongo con un intervalo de 10 días entre cada inoculación; mientras que al T3 se le inoculó por única vez 900 ppm de Oxamyl y al T1 solo se le agregó agua, todos los tratamientos fueron incubados a temperatura ambiente durante 1 mes y 15 días. Para determinar el efecto de Trichoderma sp.1 y Trichoderma sp.2 sobre huevos de Meloidogyne se inoculó  2 mL de cada hongo y oxamyl, a una concentración de 106 conidias/mL y 900 ppm respectivamente,  en pocillos que contenían 1 mL de agua destilada estéril con aprox. 100 huevos de Meloidogyne sp. dejando se incubar por 72 horas, realizándose cuatro repeticiones por tratamiento. Se encontró que Trichoderma sp 1 y Trichoderma sp 2 destruyen los huevos del parásito. Asimismo, las plantas de L. esculentum inoculadas con Trichoderma sp1 nativa presentaron el mayor porcentaje de peso radicular, así como el menor porcentaje de nódulos en raíz, mientras que ambas especies nativas de Trichoderma, disminuyen significativamente la cantidad de  J2. Se concluye que Trichoderma sp.1 y Trichoderma sp. 2 disminuyen significativamente tanto la población de huevos como J2 de Meloidogyne sp. en condiciones de laboratorio, y que Trichoderma sp. 1es el que ejerce el mayor efecto nematófago.

Palabras clave: Trichoderma, Lycopersicon sculentum, Meloydogine, Pochonia, Oxamyl.

Texto completo:

PDF

Referencias


Santana Y, Del Busto A. Alternativas agroecológicas en el manejo de Nemátodos. Universidad de Pinar del Río, México; 2010

Talavera M. Manual de nematología agrícola. Introducción al análisis y control nematológico para agricultores y técnicos de agrupaciones de defensa vegetal. México: Edit.Limusa. 2003.

Montero Z, García C, Salazar L, Valverde R, Gómez L. Detección de Meloidogyne incognita en tubérculos de papa en Costa Rica .Rev. Agronomía Costarricens, 2007; 31 (1):78.

Agrios G. Fitopatología. México: Edit. Limusa. 1988.

Zavaleta E. Alternativas del manejo de las enfermedades de las plantas. Rev Terra, 1999; 17 (3): 201-207.

Araya M. Situación actual del manejo de nemátodos en banano (Musa AAA) y plátano (Musa AAB) en el Trópico Americano. En: Rivas G, Rosales F editores. Manejo convencional y alternativo de la Sigatoka negra, nematodos y otras plagas asociadas al cultivo de las musáceas en los trópicos. Actas del taller “Manejo convencional y alternativo de la Sigatoka negra, nematodos y otras plagas asociadas al cultivo de las musáceas” celebrado en Guayaquil; Ecuador. 11-13 de agosto de 2003. Montpelier, FR. INIBAP, 2003; pp.79-102.

Peraza W, Orozco M, Esquivel A, Rivera G, Chaverri F. Aislamiento e identificación de hongos nematófagos nativos de zonas arroceras de Costa Rica. Rev Agronomía mesoamericana, 2011; 22(2):233-243.

Reyes R, Barranco B, García G, Jiménez G. Actividad in vivo de Trichoderma harzianum sobre Sclerotium rolfsii en plántulas de tomate. Rev. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología .Costa Rica 2002; 45-48.

Belanger R, Dufuor N, Caron J, Benhamou N. Chronological events associated with the antagonistic properties of Trichoderma harzianum against Botrytis cinerea: Indirect evidence for sequential role of antibiotics and parasitism. Rev. Biocontrol Science Technology. 1995; 5: 41-54.

Rey M, Delgado-Jarana J, Rincón A, Limón M, Benítez T. 2000. Mejora de cepas de Trichoderma para su empleo como biofungicidas. Rev Iberoamericana de Micología, 2000; 17: 531-536.

Howell C. Mechanisms employed by Trichoderma species in the biological control of plant diseases: the history and evolution of current concepts. Rev Plant Disease, 2003; 87(1): 4-10.

Mendoza G., Wilson J, Colina J. Efecto de Trichoderma atroviride, Trichoderma harzianum y Trichoderma viride sobre huevos de Meloidogyne sp. en condiciones de laboratorio. REBIOLEST 2013; 1(2): 65-71

De Waele D, Davide R. Nemátodos noduladores de las raíces del banano.Francia.1998. Pochonia chlamydosporia: Advances and Challenges to Improve Its Performance as Biological Control Agent of Sedentary Endo-parasitic Nematodes. Rev Nematol, 2013; 45 (1):1-7.

Smit V, Wilcox W, Harman G. Potential for biological control of Phytophtora and Crown Rots of apple by Trichoderma and Gliocladium spp. Phytopathol, 1990; 80(9):880-885.

Winham M, Elod Y, Baker R. A mechanism for increased plant growth induced by Trichoderma spp. Rev. Phytopathol, 1986; 76: 518 – 521.

Altomare, C., Börkman, T., Norvell, W. and Harman, G. “Solubilidad del dióxido de manganeso por el hongo Trichoderma harzianum 1295-22”.

Guilcapi E. Efecto de Trichoderma harzianum y Trichoderma viride, en la producción de plantas de café (Coffea arabica) variedad caturra a nivel de vivero. [Tesis de título]. Ecuador. 2009.

Pérez J et. al. Trichoderma: alternativa para el control biológico de nemátodos en el marco de una agricultura sostenible. Rev. Fitosanidad. 2006; 10 (2): 165

Méndez M, Polanco W. Método de control con Trichoderma harzianum en casas de cultivo. En Memorias Taller Latinoamericano de Control Biológico de Fitopatógenos con Trichoderma harzianum en casas de cultivo. La Habana, Cuba. 2006.

Zeilinger S, Omann M. Trichoderma biocontrol: signal transduction pathways involved in host sensing and mycoparasitism. Rev Gene Regul Syst Bio. 2007; 1: 227 – 234.

Martínez J. Uso de Trichoderma para el Control Biológico de Organismos Patógenos de Plantas. En: Mem Simp, Agricultura Orgánica y de baja residualidad. Cuautémoc, Chih. México. 1998

Bell, D., Wells, H. and Markman, C. In vitro antagonism of Trichoderma species against six fungal plant pathogens. Phytopathol, 1982; 72: 379-382.

Chérif M, Benhamou N. Cytochemical aspects of chitin breakdown during the parasitic action of a Trichoderma sp. on Fusarium oxysporun f sp. radiscis - lycopersici. Phytopathol, 1990; 80(12): 1406-1414.

Bokhari F. Efficacy of some Trichoderma species in the control of Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne javanica. Rev. Arch Phytopathol Plant Prot. 2009; 42(4): 361 – 369.

Jin R, Suh J, Park R, Kim Y, Krishnan H, Kim K. Effect of chitin compost and broth on biological control of Meloidogyne incognita on tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). Rev Nematol, 2005; 7: 125 – 132.


Enlaces refback

  • No hay ningún enlace refback.